Антоневич Н. Г., Гончаров А. Е., Бущик О. В., Рында Е. Г., Чекан В. Л., Стринкевич Э. А. ПОДАВЛЕНИЕ ЦИТОТОКСИЧЕСКОЙ ФУНКЦИИ CD8+ Т-ЛИМФОЦИТОВ И ЕСТЕСТВЕННЫХ КИЛЛЕРНЫХ КЛЕТОК МЕЗЕНХИМАЛЬНЫМИ СТВОЛОВЫМИ КЛЕТКАМИ ОБОНЯТЕЛЬНОЙ ВЫСТИЛКИ ПОЛОСТИ НОСА. Известия Национальной академии наук Беларуси. Серия медицинских наук. 2017;(4):7-16.
1. Mesenchymal stem cells from umbilical cord matrix, adipose tissue and bone marrow exhibit different capability to suppress peripheral blood B, natural killer and T cells / A. Ribeiro [et al.] // Stem Cell Res. Ther. – 2013. – Vol. 4, N 5. – P. 125.
2. The human nose harbors a niche of olfactory ectomesenchymal stem cells displaying neurogenic and osteogenic properties / B. Delorme [et al.] // Stem Cells Dev. – 2010. – Vol. 19, N 6. – P. 853–866.
3. Иммунофенотипическая характеристика мезенхимальных стволовых клеток обонятельной выстилки носовой полости человека / Н.Г. Антоневич [и др.] // Вес. Нац. акад. навук Беларусі. Сер. мед. навук. – 2015. – №1. – С. 42–49.
4. Антоневич, Н.Г. Иммуносупрессивные свойства культивируемых эктомезенхимальных стволовых клеток обонятельного эпителия человека / Н.Г. Антоневич, А.Е. Гончаров, В.Л. Чекан // Здравоохранение. – 2014. – №10. – С. 14–19.
5. Гончаров, А.Е. Влияние мезенхимальных стволовых клеток обонятельной выстилки на антигенный профиль дендритных клеток / А.Е. Гончаров, Н.Г. Антоневич, В.Л. Чекан // Новости мед.-биол. наук. – 2015. – Т. 10, №3. – С. 102–106.
6. Антоневич, Н.Г. Влияние мезенхимальных стволовых клеток обонятельной выстилки человека на дифференцировку макрофагов ex vivo / Н.Г. Антоневич, А.Е. Гончаров // Современные проблемы инфекционной патологии человека : сб. науч. тр. / М-во здравоохранения Респ. Беларусь, Респ. науч.-практ. центр эпидемиологии и микро- биологии ; под ред. Л.П. Титова. – Электрон. текстовые дан. – Минск, 2016. – 1 электрон. опт. диск (DVD-ROM). – Вып. 9. – С. 185–190.
7. Comparative study of immune regulatory properties of stem cells derived from different tissues / M.Di Trapani [et al.] // Stem Cells Dev. – 2013. – Vol. 22, N 22. – P. 2990–3002.
8. Olfactory ecto-mesenchymal stem cells possess immunoregulatory function and suppress autoimmune arthritis / K. Rui [et al.] // Cell Mol. Immunol. – 2016. – Vol. 13, N 3. – P. 401–408.
9. IL-17 down-regulates the immunosuppressive capacity of olfactory ecto-mesenchymal stem cells in murine collageninduced arthritis / J. Tian [et al.] // Oncotarget. – 2016. – Vol. 7, N 28. – P. 42953–42962.
10. Nasal mucosa derived-mesenchymal stem cells from mice reduce inflammation via modulating immune responses / C. Yang [et al.] // PLoS One. – 2015. – Vol. 10, N 3. – P. e0118849.
11. Interactions between human mesenchymal stem cells and natural killer cells / P.A. Sotiropoulou [et al.] // Stem Cells. – 2006. – Vol. 24, N 1. – P. 74–85.
12. Generation of CD4+ or CD8+ regulatory T cells upon mesenchymal stem cell-lymphocyte interaction / C. Prevosto [et al.] // Haematologica. – 2007. – Vol. 92, N 7. – P. 881–888.
13. Mesenchymal stem cells protect breast cancer cells through regulatory T cells: role of mesenchymal stem cellderived TGF-beta / S.A. Patel [et al.] // J. Immunol. – 2010. – Vol. 184, N 10. – P. 5885–5894.
14. Mesenchymal stem cells exert differential effects on alloantigen and virus-specific T-cell responses / H. Karlsson [et al.] // Blood. – 2008. – Vol. 112, N 3. – P. 532–541.
15. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International society for cellular therapy position statement / M. Dominici [et al.] // Cytotherapy. – 2006. – Vol. 8, N 4. – P. 315–317.
16. Коллекция культур клеток человека и животных РНПЦ эпидемиологии и микробиологии: нынешнее состо- яние и перспективы развития / С.В. Корень [и др.] // Современные проблемы инфекционной патологии человека : сб. науч. ст. – Минск, 2015. – Вып. 8. – С. 162–168.
17. Hancharou, A.Y. Comparative profile of surface and intracellular molecule expression in 10 immortalized human T cell lines to be considered for immunomodulatory drug evaluations / A.Y. Hancharou, E.V. Duzh, L.M. DuBuske // Allergy. – 2016. – Vol. 71, suppl. 102. – P. 187.
18. Janeway, C. T-cell mediated immunity / C. Janeway // Janeway’s Immunobiology / K. Murphy, P. Travers, M. Walport. – New York, 2017. – Ch. 9. – P. 345–395.
19. Alter, G. CD107a as a functional marker for the identification of natural killer cell activity / G. Alter, G.M. Malenfant, M. Altfeld // J. Immunal. Methods. – 2004. – Vol. 294, N 1/2. – P. 15–22.
20. Quantitative assay of the lytic action of immune lymphoid cells on 51-Cr-labelled allogeneic target cells in vitro; inhibition by isoantibody and by drugs / K.T. Brunner [et al.] // Immunology. – 1968. – Vol. 14, N 2. – P. 181–196.
21. Quantitation of antigen-reactive T cells in peripheral blood by IFNγ-ELISpot assay and chromium-release assay: a four-centre comparative trial / C. Scheibenbogen [et al.] // J. Immunol. Methods. – 2000. – Vol. 224, N 1/2. – P. 81–89.
22. Quantification of tumor-specific T lymphocytes with the ELISpot assay / A. Schmittel [et al.] // J. Immunother. – 2000. – Vol. 23, N 3. – P. 289–295.
23. Correlation of human CD56+ cell cytotoxicity and IFN-γ production / E.G. Derby [et al.] // Cytokine. – 2001. – Vol. 13, N 2. – P. 85–90.
24. Granzyme B ELISPOT assay for ex vivo measurements of T cell immunity / F.H. Rininsland [et al.] // J. Immunol. Methods. – 2000. – Vol. 240, N 1/2. – P. 143–155.
25. Application of the granzyme B ELISPOT assay for monitoring cancer vaccine trials / K. Shafer-Weaver [et al.] // J. Immunother. – 2006. – Vol. 29, N 3. – P. 328–335.
26. Maecker, H.T. Multiparameter flow cytometry monitoring of T cell responses / H.T. Maecker // Methods Mol. Biol. – 2009. – Vol. 485. – P. 375–391.
27. New flow cytometric assays for monitoring cell-mediated cytotoxicity / L. Zaritskaya [et al.] // Expert Rev. Vaccines. – 2010. – Vol. 9, N 6. – P. 601–616.
28. Noto, A. Cell-based flow cytometry assay to measure cytotoxic activity / A. Noto, P. Nqauv, L. Trautmann // J. Vis. Exp. – 2013. – N 82. – P. e51105.
