Новая тест-система для детекции наличия сальмонелл в пищевых продуктах методом конкурентного иммуноферментного анализа

Киселева Е. П.; Михайлопуло К. И.; Свиридов О. В.

Новая тест-система для детекции наличия сальмонелл в пищевых продуктах методом конкурентного иммуноферментного анализа

Киселева Е. П., Михайлопуло К. И., Свиридов О. В.

2025

https://doi.org/10.29235/1029-8940-2025-70-1-55-68

Детекция сальмонелл в продуктах питания является актуальной в связи с известными случаями эпидемии сальмонеллеза. С этой целью широко применяют иммунохимические методы, в частности, иммуноферментный анализ (ИФА). По традиции в ИФА сальмонелл используют антитела к липополисахариду (ЛПС), который принято считать основным структурным компонентом наружной мембраны клетки грамотрицательных бактерий. Для взаимодействия с антителами доступен кор (консервативный элемент ЛПС, общий для всех сальмонелл) и О-антиген (гипервариабельный элемент ЛПС). Метод ИФА с использованием коммерческого моноклонального антитела (МАТ) 5D12A (к кору ЛПС) или МАТ 10D9H (к общему эпитопу О-антигена сальмонелл серогрупп А, B и D) показал, что в культуре сальмонелл, полученной в ходе пробоподготовки, традиционной для анализа этих бактерий в продуктах питания, ЛПС присутствует главным образом в среде (не менее 90 %). Установлено, что дополнение стандартной процедуры пробоподготовки центрифугированием с целью отделения бактерий от среды и последующий анализ именно среды позволяют расширить рабочий диапазон тест-системы в сторону более низких концентраций ЛПС и повысить аналитическую чувствительность. Показано, что иммобилизация в лунках микропланшетного иммуносорбента конъюгата бычий сывороточный альбумин (БСА)-ЛПС позволяет получить более однородное покрытие, чем иммобилизация ЛПС как такового. Созданы конструкции двух тест-систем для детекции сальмонелл в продуктах питания методом конкурентного ИФА ЛПС, секретированного в культуральную среду. В каждой из двух тест-систем на твердой фазе иммобилизован конъюгат БСА-ЛПС, а в жидкой фазе находятся либо МАТ 5D12A, либо МАТ 10D9H. Чувствительность анализа для каждой из тест-систем соответствует 105 КОЕ/мл. Тест-система на основе МАТ 5D12A, специфичных к кору ЛПС, имеет преимущество: позволяет детектировать все сальмонеллы, неза висимо от серотипа.

Киселева Е. П., Михайлопуло К. И., Свиридов О. В. Новая тест-система для детекции наличия сальмонелл в пищевых продуктах методом конкурентного иммуноферментного анализа. Известия Национальной академии наук Беларуси. Серия биологических наук. 2025;70(1):55-68. https://doi.org/10.29235/1029-8940-2025-70-1-55-68

Цитирование

Список литературы

1. Characteristics of non-typhoidal Salmonella gastroenteritis in Taiwanese children: a 9-year period retrospective medical record review / Y.-T. Hung, C.-J. Lay, C.-L. Wang, M. Koo // Journal of Infection and Public Health. – 2017. – Vol. 10, N 5. – P. 518–521. https://doi.org/10.1016/j.jiph.2016.09.018

2. Antibiotic resistance in Salmonella spp. isolated from poultry: A global overview / R. E. Castro-Vargas, M. P. HerreraSánchez, R. Rodríguez-Hernández, I. S. Rondón-Barragán // Veterinary World. – 2020. – Vol. 13, N 10. – P. 2070–2084. https://doi.org/10.14202/vetworld.2020.2070-2084

3. Sources and risk factors for contamination, survival, persistence, and heat resistance of Salmonella in low-moisture foods / R. Podolak, E. Enache, W. Stone [et al.] // Journal of Food Protection. – 2010. – Vol. 73, N 10. – P. 1919–1936. https://doi.org/10.4315/0362-028x-73.10.1919

4. Epidemiology, pathogenesis, genoserotyping, antimicrobial resistance, and prevention and control of non-typhoidal Salmonella serovars / G. Arya, R. Holtslander, J. Robertson [et al.] // Current Clinical Microbiology Reports. – 2017. – Vol. 4. – P. 43–53. https://doi.org/10.1007/s40588-017-0057-7

5. Salmonella nomenclature / F. W. Brenner, R. G. Villar, F. J. Angulo [et al] // Journal of clinical microbiology. – 2000. – Vol. 38, N 7. – P. 2465–2467. https://doi.org/10.1128/jcm.38.7.2465-2467.2000

6. Popoff, M. Y. Antigenic formulas of the Salmonella serovars, 7th revision / M. Y. Popoff, L. Le Minor // World Health Organization, Collaborating Centre of Reference and Research on Salmonella Institute Pasteur. – Paris, France. 1997.

7. Characteristic diversity and antimicrobial resistance of Salmonella from gastroenteritis / Y. Luo, W. Yi, Y. Yao [et al.] // The Journal of Infection and Chemotherapy. – 2018. – Vol. 24, N 4. – P. 251–255. https://doi.org/10.1016/j.jiac.2017.11.003

8. Advancement in Salmonella detection methods: from conventional to electrochemical-based sensing detection / M. S. Awang, Y. Bustami, H. H. Hamzah [et al.] // Biosensors. – 2021. – Vol. 11, N 9. – Art. 346. https://doi.org/10.3390/bios11090346

9. NF VALIDATION, Validation of alternative analysis methods – application to foodstuffs (NF102). List valid on 11th March-2024. – Iss. on 18-12-2023. – 77 p. – URL: https://nf-validation.afnor.org/en/wp-content/uploads/sites/2/2024/03/Listvalid-2024-03-11.pdf (date of access: 09.12.2024).

10. Cox, N. A. Salmonella methodology update / N. A. Cox // Poultry Science. – 1988. – Vol. 67, N 6. – P. 921–927. https://doi.org/10.3382/ps.0670921

11. Detecting non-typhoid Salmonella in humans by ELISAs: a literature review / K. G. Kuhn, G. Falkenhorst, T. N. Ceper [et al.] // Journal of Medical Microbiology. – 2012. – Vol. 61, N 1. – P. 1–7. https://doi.org/10.1099/jmm.0.034447-0

12. Production of recombinant flagellin to develop ELISA-based detection of Salmonella enteritidis / S. A. Mirhosseini, A. A. Fooladi, J. Amani, H. Sedighian // Brazilian journal of microbiology. – 2017. – Vol. 48, N 4. – P. 774–781. https://doi.org/10.1016/j.bjm.2016.04.033

13. Gold nanoparticle-based strip sensor for multiple detection of twelve Salmonella strains with a genus-specific lipopolysaccharide antibody / W. Wang, L. Liu, S. Song [et al.] // Science China Materials. – 2016. – Vol. 59. – P. 665–674. https://doi.org/10.1007/s40843-016-5077-0

14. Monoclonal antibody-based cross-reactive sandwich ELISA for the detection of Salmonella spp. in milk samples / X. Wu, W. Wang, L. Liu [et al.] // Analytical Methods. – 2015. – Vol. 7, N 21. – P. 9047–9053. https://doi.org/10.1039/c5ay01923k

15. The discovery of the role of outer membrane vesicles against bacteria / S. Combo, S. Mendes, K. M. Nielsen [et al.] // Biomedicines. – 2022. – Vol. 10, N 10. – Art. 2399. https://doi.org/10.3390/biomedicines10102399

16. Schwechheimer, C. Envelope control of outer membrane vesicle production in Gram-negative bacteria / C. Schwechheimer, C. J. Sullivan, M. J. Kuehn // Biochemistry. – 2013. – Vol. 52, N 18. – P. 3031–3040. https://doi.org/10.1021/bi400164t

17. Schwechheimer, С. Outer-membrane vesicles from Gram-negative bacteria: biogenesis and functions / С. Schwechheimer, M. J. Kuehn // Nature Reviews Microbiology. – 2015. – Vol. 13. – P. 605–619. https://doi.org/10.1038/nrmicro3525

18. Outer membrane vesicles of Gram-negative bacteria: an outlook on biogenesis / E. D. Avila-Calderón, M. D. S. RuizPalma, Ma. G. Aguilera-Arreola [et al.] // Frontiers in Microbiology. – 2021. – Vol. 12. – Art. 557902. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.557902

19. A novel mechanism for the biogenesis of outer membrane vesicles in Gram-negative bacteria / S. Roier, F. G. Zingl, F. Cakar [et al.] // Nature Communications. – 2016. – Vol. 7. – Art. 10515. https://doi.org/10.1038/ncomms10515

20. Extraction, purification and characterization of lipopolysaccharide from Escherichia coli and Salmonella typhi / S. Rezania, N. Amirmozaffari, B. Tabarraei [et al.] // Avicenna Journal of Medical Biotechnology. – 2011. – Vol. 3, N 1. – P. 3–9.

21. Al-AAlim, A. M. Extraction and purification of lipopolysaccharide from Escherichia coli (local isolate) and study its pyrogenic activity / A. M. Al-AAlim, A. A. Al-ledani., M. A. Hamad // Iraqi Journal of Veterinary Sciences. – 2022. – Vol. 36, N 1. – P. 45–51. https://doi.org/10.33899/ijvs.2021.128963.1614

22. Westphal, O. Bacterial lipopolysaccharides extraction with phenol-water and further applications of the procedure / O. Westphal, K. Jann // Methods in Carbohydrate Chemistry. – 1965. – Vol. 5. – P. 83–91.

23. Sarmikasoglou, E. Ruminal lipopolysaccharides analysis: uncharted waters with promising signs / E. Sarmikasoglou, A. P. Faciola // Animals (Basel). – 2021. – Vol. 11, N 1. – Art. 195. https://doi.org/10.3390/ani11010195

24. Количественное определение липополисахаида B. pertussis / М. Р. Назиров, А. В. Поддубиков, В. Г. Кукес [и др.] // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. – 2021. – Т. 172, № 12. – C. 716–718.

25. Morphology, size distribution, and aggregate structure of lipopolysaccharide and lipid A dispersions from enterobacterial origin / W. Richter, V. Vogel, J. Howe [et al.] // Innate Immunity. – 2010. – Vol. 17, N 5. – P. 427–438. https://doi.org/10.1177/1753425910372434

26. Heterogeneity of lipopolysaccharide as source of variability in bioassays and LPS-binding proteins as remedy / A. C. Fux, C. C. Melo, S. Michelini [et al.] // International Journal of Molecular Sciences. – 2023. – Vol. 24. – Art. 8395. https://doi.org/10.3390/ijms24098395

27. Gorman, А. Lipopolysaccharide structure and the phenomenon of low endotoxin recovery / А. Gorman, A. P. Golovanov // European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. – 2022. – Vol. 180. – P. 289–230. https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2022.10.006

28. Influence of the supramolecular structure of free lipid A on its biological activity / K. Brandenburg, H. Mayer, M. N. J. Koch [et al.] // European Journal of Biochemistry. – 1993. – Vol. 218. – P. 555–563. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1993.tb18409.x

29. Masking of endotoxin in surfactant samples: Effects on Limulus-based detection systems / J. Reich, P. Lang, H. Grallert, H. Motschmann // Biologicals. – 2016. – Vol. 44, N 5. – P. 417–422. https://doi.org//10.1016/j.biologicals.2016.04.012

30. Low endotoxin recovery – masking of naturally occurring endotoxin / J. Reich, F. A. Weyer, H. Tamura [et al.] // International Journal of Molecular Sciences. – 2019. – Vol. 20, N 4. – Art. 838. https://doi.org/10.3390/ijms20040838

31. Biological activity of masked endotoxin / H. Schwarz, J. Gornicec, T. Neuper [et al.] // Scientific Reports. – 2017. – Vol. 7. – Art. 44750. https://doi.org/10.1038/srep44750

32. Lerouge, I. O-antigen structural variation: mechanisms and possible roles in animal/plant microbe interactions / I. Lerouge, J. Vanderleyden // FEMS Microbiology Reviews, – 2001. – Vol. 26, N 1. – P. 17–47. https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.2002.tb00597.x

33. Whitfield, С. Lipopolysaccharide O-antigens – bacterial glycans made to measure / С. Whitfield, M. W. Danielle, S. D. Kelly // Journal of Biological Chemistry. – 2020. – Vol. 295, N 31. – P. 10593–10609. https://doi.org/10.1074/jbc.rev120.009402

34. Rice, A. Atomistic scale effects of lipopolysaccharide modifications on bacterial outer membrane defenses / A. Rice, J. Wereszczynski // Biophysical Journal. – 2018. – Vol. 114, N 6. – P. 1389–1399. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2018.02.006

Источник

Информация

Автор

Киселева Е. П. Институт биоорганической химии НАН Беларуси
Михайлопуло К. И. Институт биоорганической химии НАН Беларуси
Свиридов О. В. Институт биоорганической химии НАН Беларуси

Страницы

55-68

Год издания

2025

Ключевые слова

Коллекции

Известия Национальной академии наук Беларуси. Серия биологических наук